Modificación superficial de nanofibras de policaprolactona mediante hidrólisis y aminólisis: un estudio comparativo sobre características estructurales, propiedades mecánicas y rendimiento celular

Scientific Reports volumen 13, Número de artículo: 9434 (2023) Citar este artículo

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La hidrólisis y la aminólisis son dos métodos químicos principales de uso común para la modificación de la superficie de los andamios de ingeniería de tejidos hidrofóbicos. El tipo de reactivos químicos junto con la concentración y el tiempo de tratamiento son factores principales que determinan los efectos de estos métodos sobre los biomateriales. En el presente estudio, las nanofibras de poli(ℇ-caprolactona) (PCL) electrohiladas se modificaron mediante hidrólisis y aminolisis. Las soluciones químicas aplicadas para la hidrólisis y la aminólisis fueron NaOH (0,5–2 M) y hexametilendiamina/isopropanol (HMD/IPA, 0,5–2 M) correspondientemente. Se predeterminaron tres puntos de tiempo de incubación distintos para los tratamientos de hidrólisis y aminólisis. De acuerdo con los resultados de microscopía electrónica de barrido, los cambios morfológicos surgieron solo en las concentraciones más altas de solución de hidrólisis (1 M y 2 M) y la duración prolongada del tratamiento (6 y 12 h). Por el contrario, los tratamientos con aminolisis indujeron ligeros cambios en las características morfológicas de las nanofibras de PCL electrohiladas. Aunque la hidrofilicidad de la superficie de las nanofibras de PCL mejoró notablemente con ambos métodos, la influencia resultante de la hidrólisis fue comparativamente más considerable. Como tendencia general, tanto la hidrólisis como la aminólisis dieron como resultado una disminución moderada en el rendimiento mecánico de las muestras de PCL. El análisis de espectroscopia de dispersión de energía indicó cambios elementales después de los tratamientos de hidrólisis y aminólisis. Sin embargo, los resultados de la difracción de rayos X, el análisis termogravimétrico y la espectroscopia infrarroja no mostraron alteraciones apreciables posteriores a los tratamientos. Las células de fibroblastos estaban bien distribuidas y mostraban una forma de huso en ambos grupos tratados. Además, según el ensayo de bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolio (MTT), los procedimientos de tratamiento superficial mejoraron las propiedades proliferativas de las nanofibras de PCL. Estos hallazgos representan que las muestras de nanofibras de PCL modificadas mediante tratamientos de hidrólisis y aminólisis pueden considerarse candidatos potencialmente favorables para aplicaciones de ingeniería de tejidos.

La ingeniería de tejidos es un enfoque interdisciplinario que tiene como objetivo mejorar la reparación y/o regeneración de tejidos lesionados aplicando una combinación de andamios, células y agentes fisicoquímicos y bioquímicos adecuados. Entre estos factores, los andamios juegan un papel crucial en el proceso de regeneración al proporcionar un sustrato potencialmente adecuado para que las células se adhieran, proliferen, diferencien, migren y obtengan las funciones deseadas1,2.

El surgimiento de nanomateriales ha revolucionado los enfoques de ingeniería de tejidos a través de sus capacidades inherentes para desarrollar andamios más deseables. Las nanoestructuras son materiales innovadores con características diseñadas con precisión que son aplicables como andamios y vehículos de administración de fármacos en aplicaciones de ingeniería de tejidos. En los últimos años, se ha desarrollado y evaluado una amplia gama de nanoestructuras para aplicaciones de ingeniería de tejidos3,4,5. Entre ellos, las nanofibras electrohiladas se han notado sin precedentes debido a algunas propiedades únicas, como una alta relación superficie-volumen, mimetismo de la matriz extracelular nativa (ECM) y el potencial de ser fabricados a partir de una amplia gama de materiales naturales, sintéticos y polímeros semisintéticos en diferentes geometrías, morfologías y arquitecturas6,7,8,9. Además, pueden ser cargados, incorporados y funcionalizados por fármacos y una amplia variedad de agentes terapéuticos durante o después del proceso de fabricación10,11,12,13,14.

Los andamios nanofibrosos adquiridos de las fuentes de polímeros naturales han mostrado una biocompatibilidad prometedora, una tasa de biodegradación rápida e interacciones favorables con las células. Sin embargo, estas estructuras generalmente sufren de la variación de lote a lote del polímero de origen, así como de las malas propiedades mecánicas del andamio resultante15,16. Alternativamente, las nanofibras de algunos polímeros sintéticos (poliésteres), como el ácido poliglicólico (PGA), el ácido poliláctico (PLA) y la poli (ε-caprolactona) (PCL), pueden ser candidatos beneficiosos para fines de ingeniería de tejidos. Por ejemplo, las nanofibras obtenidas a partir de PCL, como un poliéster lineal semicristalino, tienen un gran potencial para representar un rendimiento mecánico deseable junto con la biocompatibilidad y el comportamiento de biodegradación adecuados17,18.

Sin embargo, la naturaleza hidrófoba y el pobre perfil de unión celular de las nanofibras de PCL son los principales inconvenientes que dificultan seriamente la aplicación de andamios de nanofibras de PCL en el campo de la ingeniería de tejidos. Se sabe claramente que la pobre humectabilidad superficial de los materiales nanofibrosos no solo disminuye su bioactividad sino que también puede inducir efectos citotóxicos19. En consecuencia, las nanofibras de PCL no son capaces de ser un andamiaje ideal a menos que se modifique la humectabilidad de su superficie. Afortunadamente, estos problemas se pueden abordar en gran medida mediante la aplicación de algunos enfoques distintos, como la mezcla o el coelectrohilado con agentes bioactivos o polímeros naturales, la polimerización por injerto de superficie, el tratamiento con plasma y los métodos de modificación química húmeda20,21,22,23,24.

La mezcla o co-electrospinning con polímeros naturales es una técnica ampliamente utilizada para la modificación de andamios nanofibrosos basados en PCL. Sin embargo, existen preocupaciones importantes acerca de la inmiscibilidad de los polímeros naturales y sintéticos en los solventes de rutina, así como la inactivación potencial de los agentes bioactivos durante el proceso de mezcla6,25,26. Además, algunos de los disolventes más utilizados en este enfoque se conocen como materiales biológicamente peligrosos27.

La polimerización por injerto superficial de agentes bioactivos es un enfoque bien conocido para modificar la superficie de las nanofibras de PCL junto con la inducción de multifuncionalidades en la membrana nanofibrosa. Sin embargo, la prosperidad de este método depende estrechamente de la disponibilidad de grupos funcionales de superficie densos y orientados en las nanofibras de PCL para interactuar con los agentes bioactivos. Por lo tanto, este enfoque debe realizarse utilizando técnicas efectivas de polimerización/conjugación superficial que no son fácilmente alcanzables28,29.

El tratamiento con plasma también es un enfoque reconocido basado en un proceso de gas a baja presión para activar la superficie de las nanofibras de PCL. En esta técnica, se pueden aplicar varios gases de alimentación, como oxígeno, argón, nitrógeno y dióxido de carbono para introducir grupos de ácido carboxílico, amina e hidroxilo en las nanofibras de PCL superficiales. Los grupos funcionales de superficie introducidos pueden modificar algunas propiedades de las nanofibras de PCL al activar sus superficies30,31. Sin embargo, como principal inconveniente, esta técnica de modificación solo induce una activación superficial de las mallas de nanofibras y la mayor parte de la muestra no se modifica de manera eficiente32.

La modificación química húmeda es un enfoque fácil, directo y eficiente para la modificación de la superficie de las nanofibras de PCL. Los grupos éster (–COO–) dentro de la microestructura de las nanofibras de PCL se pueden hidrolizar fácilmente a los grupos hidroxilo y ácido carboxílico mediante un tratamiento alcalino. Se ha demostrado que esta modificación puede mejorar notablemente la humectabilidad de la superficie, así como el comportamiento celular de las esteras de nanofibras de PCL. A modo de ejemplo, Chen et al. hizo una mejora obvia en la propagación y unión de células de fibroblastos 3T3 cultivadas en nanofibras de PCL modificadas en la superficie. Estas nanofibras de PCL que habían sido tratadas con una solución de NaOH 5 M durante 3 h mostraron una humectabilidad superficial muy mejorada7. En otro estudio, Park et al.33 demostraron que los osteoblastos tienen una adhesión celular y una proliferación significativamente mejores en las nanofibras de PCL tratadas (NaOH 1 N durante 1 h) en comparación con las nanofibras de PCL prístinas.

Además, los grupos amino activos se pueden introducir en las nanofibras de PCL mediante reacciones de aminolisis utilizando los compuestos de diamina. En este proceso, un grupo amino reacciona con el grupo éster de PCL para formar –CONH– (un enlace covalente), mientras que el otro grupo amino del compuesto cuelga sobre la superficie de la nanofibra de PCL. Los grupos amino generados actúan como enlazadores y aceleran un sitio de unión para biomoléculas y otros agentes bioactivos en la superficie de las nanofibras de PCL. Esta capacidad puede proporcionar algunas ventajas valiosas para la membrana de nanofibras PCL, como la mejora de la hidrofilia y la capacidad de absorción de agua. Además, las muestras de PCL aminolizadas podrían tener una biocompatibilidad superior gracias a los subproductos ácidos neutralizados generados durante la degradación y sitios activos más accesibles para la bioconjugación de moléculas biológicas y el anclaje de las células34.

En el estudio actual, se preparó una variedad de muestras hidrolizadas y aminolizadas y se investigaron comparativamente los efectos potenciales de la hidrólisis y la aminolisis en la compatibilidad física, mecánica y celular de las nanofibras electrohiladas de PCL. La Figura 1 ilustra un esquema sobre el mecanismo molecular de los tratamientos químicos aplicados en este estudio35,36,37,38. La concentración de los reactivos y el tiempo de reacción variaron para comparar los efectos modificadores de las condiciones de tratamiento sobre las nanofibras de PCL. Para este propósito, la estera de nanofibras de PCL pura y los representantes de las muestras tratadas se estudiaron completamente desde los aspectos de comportamiento microestructural, mecánico y celular.

Una ilustración sobre el mecanismo molecular de las modificaciones superficiales (tratamientos de hidrólisis y aminolisis) para las nanofibras de PCL.

Se utilizaron micrografías electrónicas de barrido de emisión de campo de las muestras limpias y modificadas para investigar las propiedades estructurales y morfológicas de los andamios nanofibrosos basados en PCL. Las micrografías obtenidas de las muestras de PCL hidrolizadas y aminolizadas se representan en las Figs. 2 y 3, correspondientemente. Dado que el andamio PCL electrospun era la plataforma básica para la preparación de las muestras modificadas, se requería examinar con precisión sus rasgos morfológicos. Como se esperaba de un andamio fabricado correctamente, la muestra de PCL denota una estructura porosa tridimensional organizada a partir de poros heterogéneos interconectados. En general, el PCL tenía una estructura nanofibrosa sin perlas con nanofibras suaves. Desde el punto de vista estructural, las nanofibras no tejidas y orientadas aleatoriamente podrían distinguirse claramente dentro de la estructura de la muestra de PCL. De acuerdo con las micrografías correspondientes (Fig. 2a), las nanofibras de PCL indican una morfología superficial deseable con respecto a tener un marco liso y uniforme. La porosidad y el tamaño de poro de la muestra de PCL se examinaron utilizando el software Image J para la investigación cuantitativa de la estructura porosa. Se encontró que la porosidad y el tamaño medio de poro de la muestra de PCL eran de alrededor de 43 ± 17 % y 1512 ± 816 nm, respectivamente. Además, el diámetro medio de fibra de la muestra de LCP se calculó en 305 ± 148 nm, lo que coincidía con los resultados de estudios anteriores39.

Imágenes FESEM de las muestras de nanofibras de PCL tratadas con diferentes concentraciones de solución de NaOH y en varios puntos de tiempo de incubación (1, 6 y 12 h). (a) PCL prístino, (b) S1, (c) S2, (d) S3, (e) S4, (f) S5, (g) S6, (h) S7, (i) S8, (j) S9 . Las flechas rojas indican los defectos estructurales y la rotura de las nanofibras.

Imágenes FESEM de las muestras de nanofibras de PCL tratadas con diferentes concentraciones de solución HMD/IPA en varios puntos de tiempo de incubación (1, 12 y 24 h). (a) PCL prístino, (b) S10, (c) S11, (d) S12, (e) S13, (f) S14, (g) S15, (h) S16, (i) S17 y (j) S18.

En el caso de las muestras hidrolizadas, cuando la concentración de la solución se mantuvo constante a 0,5 M, las nanofibras de PCL no sufrieron ningún cambio drástico en la morfología al prolongar el tiempo de tratamiento (de 1 a 12 h). Más precisamente, no solo la morfología suave y uniforme de las nanofibras de PCL experimentó un cambio considerable, sino que también el diámetro medio de la fibra y el porcentaje de porosidad permanecieron relativamente constantes. Por ejemplo, para la muestra S1, el diámetro de fibra promedio (314 ± 143 nm) y la porosidad (41 ± 12 %) estuvieron cerca de las medidas obtenidas para la muestra de PCL.

Para NaOH 1 M, después de 1 h de tratamiento, la estructura nanofibrosa permaneció intacta y sin defectos (muestra S4). Sin embargo, al aumentar el tiempo de incubación a 6 y 12 h (muestras S5 y S6), apareció una morfología aplanada y las nanofibras vecinas se empaquetaron espacialmente. Por ejemplo, el diámetro promedio resultante de las nanofibras para la muestra S6 mostró un cambio obvio en el diámetro a 402 ± 276 nm, pero la porosidad de esta muestra (S6) fue muy similar a la PCL. Cuando la concentración de NaOH se aumentó a 2 M y el tiempo de tratamiento fue de 1 h (muestra S7), no se observaron cambios sustanciales en la estructura nanofibrosa. Sin embargo, cuando el tiempo de inmersión se expandió gradualmente a 6 y 12 h (muestras S8 y S9), se observaron enormes cambios en la superficie de las nanofibras hidrolizadas. Además, la estructura uniforme y suave de las nanofibras se transformó en una estructura dura y más heterogénea. Además, se indujeron algunos defectos estructurales y roturas de nanofibras en la superficie de PCL como se muestra en las Fig. 2i y j, flechas rojas. Con base en más investigaciones, la porosidad de las nanofibras en el tiempo de inmersión más alto (muestra S9) reveló una disminución drástica a 36 ± 18 %. Además, el diámetro promedio de las nanofibras en la muestra S9 se calculó en 381 ± 409 nm.

En general, estas observaciones implicaron que cuando el PCL se somete a un tiempo prolongado de mayor concentración de solución de hidrólisis, puede ocurrir la erosión de la superficie de las nanofibras y el posterior cambio en el diámetro de la fibra. Estudios previos confirmaron estos hallazgos. En un estudio realizado por Yew et al.23, las nanofibras de PCL se expusieron a diferentes soluciones de hidrólisis alcalina durante varios períodos. Descubrieron que se produjo una ligera erosión y una superficie más rugosa de las fibras en el tiempo prolongado de inmersión en concentraciones de hidrólisis alcalina más altas. Posteriormente, se produjo la disminución del grosor medio de la membrana de nanofibras de PCL en función del efecto peeling.

En cuanto a la introducción de grupos amina en la superficie de la nanofibra de PCL, se utilizó aminolisis y se investigó el efecto de este tratamiento en la estructura morfológica del andamio de nanofibras de PCL (Fig. 3). Las imágenes SEM demostraron ligeros cambios en la morfología de los andamios después de la aminolisis. No hubo una diferencia notable entre los andamios tratados a diversas concentraciones y tiempos. En todas las muestras aminolizadas, la superficie lisa del andamio nanofibroso de PCL se convirtió en una superficie arrugada y parcialmente áspera. Además, las nanofibras aminolizadas tendían a formar nanofibras fusionadas. Además, el diámetro de las muestras aminolizadas aumentó ligeramente en comparación con la PCL prístina. Para aclarar, el análisis de la muestra S18 mostró un aumento en el diámetro medio, 350 ± 190 nm, esto posiblemente se debió a las nanofibras fusionadas. Además, la porosidad de todas las nanofibras de PCL aminolizadas se redujo y alcanzó valores entre 24 ± 10 % y 37 ± 20 %. Estos datos en comparación con prístina-PCL (la porosidad de 41 ± 12%) indican una densidad fibrosa más compacta.

En general, en la Fig. 3 se muestra que la superficie de las muestras había cambiado parcialmente, pero estos cambios no son muy severos, como en la literatura previa40. Otro estudio de Amoures de Sousa et al.41 confirmó que no hubo alteración en la morfología de las nanofibras de PCL después del proceso de aminolisis. En otro estudio, Krithica et al., utilizaron HMD/IPA al 10 % durante 12 h a 37 °C para introducir grupos que contenían nitrógeno en las nanofibras. Informaron que el tratamiento no indujo ningún efecto adverso sobre la morfología de las nanofibras42.

El trabajo actual se empleó para evaluar el efecto de dos tipos de tratamiento químico húmedo (aminolisis e hidrólisis) en las propiedades del andamio PCL. Nuestros hallazgos de micrografías SEM de muestras funcionalizadas consideraron que ambos tratamientos químicos habían cambiado la estructura morfológica de la PCL. Como se discutió anteriormente, la solución de aminolisis con varias concentraciones y duración tuvo un efecto parcial similar en la muestra de PCL. Por el contrario, estos cambios para la muestra hidrolizada se atribuyeron a la concentración de la solución de tratamiento y al lapso de tiempo. En resumen, la morfología del LCP tuvo más cambios al sumergirlo en una solución de hidrólisis alcalina en comparación con la solución de aminólisis.

Como criterio sustancial para la evaluación de los tratamientos de hidrólisis y aminolisis, se investigó la humectabilidad de la superficie de las esteras de nanofibras de PCL tratadas y se comparó con PCL prístino. A este respecto, se aplicó el análisis del ángulo de contacto con el agua (WCA) en un punto de tiempo específico (seg. 5) para hacer una comparación cuantitativa (Fig. 4A y B). El WCA para la muestra nanofibrosa de PCL prístina se midió a 135,09° ± 2,44°, lo que era un indicativo obvio de su naturaleza hidrófoba. Ya se ha demostrado que, para obtener un comportamiento celular prometedor, la hidrofobicidad de la muestra de PCL debe mejorarse hasta un nivel óptimo43. Principalmente, una tasa equilibrada de hidrofilia en la superficie brinda un gran potencial para desarrollar más sitios de anclaje para la adhesión inicial de las células. Una adhesión celular inicial adecuada puede dar como resultado una colonización celular superior en la superficie del andamio, lo que lo hace más compatible para la propagación, infiltración y proliferación de una variedad de células44.

Valores del ángulo de contacto con el agua de (A) muestras de nanofibras de PCL hidrolizadas y (B) muestras de nanofibras de PCL aminolizadas.

Como tendencia general, la hidrofilicidad de la superficie de la membrana nanofibrosa PCL mejoró después de los tratamientos químicos húmedos. Claramente, al aumentar la concentración de las soluciones de tratamiento y prolongar el tiempo de incubación, la humectabilidad de la superficie de la muestra de PCL mejoró en los procedimientos de hidrólisis y aminolisis. Sin embargo, la cantidad de esta mejora fue comparativamente diferente. Más precisamente, las condiciones extremas de hidrólisis dieron como resultado una disminución más intensa de WCA de PCL en comparación con las muestras extremadamente aminolizadas. Fue claramente distinguible en el caso de las muestras S9 y S18 que tenían 57,56° ± 5,61 y 110,41° ± 0,68 WCA respectivamente.

El caso es que, la inducción de grupos funcionales superficiales activos (–OH, –COOH, –NH2) puede aumentar considerablemente la hidrofilia de las nanofibras. Sin mencionar que la superficie altamente funcionalizada tiene una capacidad superior para la absorción y retención de moléculas de agua. Además, una mejora considerable en la hidrofilia de las nanofibras hidrolizadas en comparación con las nanofibras aminolizadas podría atribuirse a la mayor reacción de escisión que termina en mayor medida para los grupos hidroxilo y carboxilo. Los resultados generales verificaron que los métodos de tratamiento mejoraron efectivamente la humectabilidad de las muestras, lo que está en línea con algunos estudios previos33,45,46,47.

Un andamio nanofibroso ideal debe tener propiedades mecánicas deseables para aplicar en aplicaciones de ingeniería de tejidos48. A partir de esto, fue crucial evaluar el comportamiento mecánico de los andamios PCL. Con este propósito, las muestras de nanofibras basadas en PCL se sometieron a un método de evaluación basado en pruebas de tracción uniaxial hasta la falla de la estructura. La resistencia última a la tracción (UTS), el módulo de Young y el alargamiento a la tensión máxima se midieron a partir de las curvas de tensión-deformación obtenidas para todas las muestras. Para simplificar las comparaciones y designar una tendencia analizable, solo las muestras seleccionadas para hidrólisis (S1, S5, S9) y aminolisis (S10, S14, S18) se representan y analizan con más detalle. Los resultados de las muestras seleccionadas se resumen en la Fig. 5 y los resultados de otras muestras se representan en los datos complementarios. Vale la pena mencionar que las variaciones en los resultados de las réplicas para cada muestra fueron inevitables. Podría atribuirse a los ligeros cambios ineludibles en el proceso de electrohilado, así como a errores delicados en el procedimiento de prueba mecánica. En consecuencia, para minimizar el impacto de estos factores, se intentó supervisar estrictamente el proceso de fabricación y el procedimiento de prueba para reducir los posibles errores. Además, los datos obtenidos de las réplicas de cada muestra se promediaron cuando se omitieron los desviados.

Curvas de tensión-deformación y tabla de los parámetros mecánicos correspondientes para (A) muestras de nanofibras PCL hidrolizadas y (B) muestras de nanofibras aminolizadas. * Indica diferencia estadísticamente significativa en comparación con la muestra PCL (p < 0,05).

Como tendencia general, la concentración más baja de la solución de tratamiento de NaOH junto con el tiempo de incubación más corto no tienen un impacto significativo en el rendimiento mecánico de la muestra de nanofibras PCL (S1). Por el contrario, al aumentar la concentración de la solución de tratamiento y el tiempo de incubación (S5 y S9), los parámetros mecánicos se ven significativamente influenciados. A modo de ejemplo, la resistencia a la tracción del PCL prístino (2,73 ± 0,16 MPa) disminuyó significativamente a 2,07 ± 0,18 y 1,75 ± 0,17 MPa para las muestras S5 y S9, respectivamente (p < 0,05). Se observó la misma tendencia para el módulo de Young cuando el PCL prístino experimentó una disminución significativa de 2,04 ± 0,11 MPa a 1,36 ± 0,11 y 1,32 ± 0,07 MPa para las muestras S5 y S9 correspondientemente. Sin embargo, en términos de porcentaje de deformación, la variación significativa del LCP (94 ± 10 %) solo se detectó en la curva S9 (70,6 ± 9 %).

Las variaciones mencionadas anteriormente en el comportamiento mecánico de las muestras pueden justificarse en gran medida por los cambios desarrollados en sus propiedades estructurales que se pueden ver en las micrografías SEM. Por ejemplo, el hecho de que la estructura de la muestra S1 se haya conservado principalmente en comparación con la PCL prístina puede ser la principal razón para no realizar cambios significativos en las propiedades mecánicas de esta muestra. Sin embargo, en el caso de la muestra S5, las nanofibras de PCL experimentaron cierto grado de aplanamiento, empaquetamiento con nanofibras vecinas y algunas roturas en su estructura que pueden conducir a una disminución leve pero significativa en la estabilidad mecánica. Del mismo modo, el rendimiento mecánico de la muestra S9 se vio influido negativamente por los enormes cambios en las propiedades estructurales de la red de nanofibras PCL. En este caso, los daños por carga en la superficie de las nanofibras PCL junto con las claras interrupciones a través de la estructura nanofibrosa interconectada de la muestra han contribuido al debilitamiento innegable del comportamiento mecánico. Vale la pena señalar que los hallazgos mecánicos obtenidos para las muestras hidrolizadas coincidieron en gran medida con los resultados del estudio de Sonthaya Chaiarwut et al.48.

La Figura 5B muestra el efecto de varias condiciones de aminolisis en las propiedades mecánicas de muestras nanofibrosas basadas en PCL. Los datos cuantitativos para las muestras de PCL, S10, S14 y S18 se obtuvieron de las correspondientes curvas de tensión-deformación. En general, las muestras aminolizadas tenían una resistencia a la tracción relativamente más baja en comparación con el PCL. En términos del módulo de Young, se pudo detectar una clara tendencia a la baja, desde 2,04 ± 0,11 MPa para PCL prístino hasta 0,93 ± 0,18 MPa para S18. Las variaciones del módulo de Young de las muestras fueron estadísticamente significativas en comparación con el PCL. No obstante, el alargamiento de las muestras basadas en PCL aminolizado aumentó a 126 ± 9, 117 ± 9 y 109 ± 10 % para S10, S14 y S18 respectivamente. Como era de esperar, la rigidez se redujo evidentemente cuando las muestras basadas en PCL se modificaron a través de las condiciones de aminolisis que podrían atribuirse a los cambios distinguibles en la orientación de las nanofibras de PCL aleatorias hacia una red más ordenada. Este podría ser el factor que contribuye a la mejora de la elasticidad así como a la reducción de la resistencia a la tracción (deformación) en las muestras aminolizadas. En el caso de una disminución notable en el módulo de Young de las muestras, se supone que los tratamientos de aminolisis pueden afectar potencialmente la estructura de la red de nanofibras de PCL en un nivel más profundo en comparación con la hidrólisis. En un estudio previo realizado por Zhu et al.34, la solución de tratamiento HMD/IPA se usó para la aminolisis de la membrana PCL para introducir grupos NH2 libres como sitios activos para conjugar gelatina, quitosano o colágeno. Se dieron cuenta de que la reacción de aminolisis podía penetrar hasta 50 µm de la membrana; como resultado, el módulo de muestras de Young se redujo notablemente. En otro estudio, Toledo et al.49 demostraron que la disminución del módulo de Young en muestras de nanofibras de LCP es inevitable después del tratamiento con aminolisis con diaminas. Además, encontraron que la aminolisis por HMD tenía efectos más drásticos en el módulo de Young que las otras diaminas.

Se realizó un análisis de espectrometría infrarroja de transformada de Fourier de reflectancia total atenuada (ATR-FTIR) para identificar los grupos funcionales sujetos en las muestras modificadas mediante hidrólisis y aminólisis. La figura 6 ilustra los resultados de las muestras limpias y modificadas. En resumen, durante el tratamiento de hidrólisis, los iones de hidróxido, formados por la disolución del compuesto de NaOH en el agua, atacan al grupo carbonilo del PCL. Después de esto, se forman los grupos terminales hidroxilo y carboxilo como se muestra en la Fig. 150,51. Además, en una reacción similar en la aminólisis, una molécula de diamina rompe el enlace éster en el PCL y se une a él, lo que resulta en la formación de grupos amida e hidroxilo50,51,52. En el caso de PCL, se encuentra que todas las vibraciones de flexión y estiramiento coinciden con los valores informados; en consecuencia, los picos característicos se ubican en 1720 cm−1 y 2943 cm−1 que se atribuyen a los grupos carbonilo (C=O) y C–H, respectivamente. Aunque se esperaba la aparición del pico de amida II (-NH) a 1560 cm-1 y el pico de hidroxilo (-OH) alrededor de 3200 cm-1 para muestras aminolizadas y el grupo hidroxilo alrededor de 3200 cm-1 para muestras hidrolizadas, no hubo cambios en los espectros. se observó en comparación con el PCL puro39,49,53,54. Esto puede deberse a la cantidad inadecuada de grupos amida e hidroilo funcionales para ser detectados por el instrumento ATR-FTIR (profundidad ~ 1–2 µm)49,53,55.

Espectros FTIR de los representantes de (A) muestras de nanofibras PCL hidrolizadas y (B) muestras de nanofibras aminolizadas.

El análisis térmico se realizó para evaluar la estabilidad térmica y el comportamiento de descomposición de PCL y nanofibras modificadas. La Figura 7A–C indica los resultados de TGA y DTGA de PCL como una muestra decente, las muestras S5 y S18 como muestras de sonido. En general, es un hecho conocido que PCL consiste en una descomposición de una sola etapa con una temperatura máxima de descomposición (Tmax) de aproximadamente 400 °C. Como se puede ver en la figura, todas las muestras (PCL, S5 y S18) indicaron descomposición en una sola etapa con una pérdida de peso inicial de 1 a 5 % que se puede atribuir a la eliminación de la humedad residual. Además, todas las muestras comenzaron a descomponerse alrededor de los 360 °C debido a la pirólisis de las cadenas de poliéster y continuaron hasta el máximo decaimiento a Tmax de 397 °C, 394 °C y 407 °C que corresponde a las muestras de PCL, S5 y S18 en orden. De acuerdo con estos resultados, las modificaciones superficiales no deterioraron el comportamiento térmico de las muestras, lo que sigue a estudios previos53,56.

(A) termogramas TGA, (B) termogramas DTGA, (C) tabla de parámetros de descomposición y (D) patrón XRD de PCL, PCL hidrolizado (S5) y PCL aminolizado (S18).

La naturaleza cristalina de las muestras PCL, S5 y S18 se investigó mediante análisis XRD y los resultados se presentan en la Fig. 7D. En general, la cristalinidad de PCL se reconoce por dos picos de difracción que están relacionados con los planos (110) y (200) de la estructura cristalina ortorrómbica de PCL que pueden observarse en ángulos de Bragg de 2θ = 23,6° y 21,3°57 ,58. De acuerdo con el gráfico XRD, el tratamiento de hidrólisis y aminolisis no afecta la estructura semicristalina de PCL. Este resultado es consistente con la literatura previa59.

Los resultados de XRD junto con los resultados de TGA y FTIR implican que la hidrólisis y la aminolisis no afectan la mayor parte de las nanofibras de PCL. Los resultados de XRD, TGA y FTIR de PCL hidrolizada y aminolizada no mostraron ninguna diferencia notable en comparación con la PCL prístina. Por lo tanto, los cambios en la morfología, las propiedades mecánicas y la hidrofilia de las nanofibras son el resultado de la modificación de la superficie.

Se utilizó espectroscopia de rayos X de dispersión de energía (EDAX) para determinar la cantidad de elementos en PCL y muestras modificadas. En este análisis, se midieron las composiciones elementales, incluidos el carbono (C), el oxígeno (O) y el nitrógeno (N), y se muestran en la Tabla 1. PCL tiene una cierta cantidad de elementos que se pueden cambiar en diversas condiciones. Por lo tanto, el tratamiento de hidrólisis y aminolisis podría cambiar el tipo y la cantidad de elementos en la superficie de la LCP. Como se muestra en la Tabla 1, al aumentar la duración del tratamiento y la concentración de las soluciones de hidrólisis y aminólisis, se observa una tendencia descendente en el porcentaje de C y ascendente en el porcentaje de O. Estos podrían probar la formación de grupos funcionales en la superficie de la nanofibra PCL. Además, después de la aminolisis, la cantidad de N aumentó debido al enlace amida en la superficie de la PCL37,60.

La viabilidad de las células de fibroblastos L929 en las nanofibras PCL fabricadas se evaluó mediante el ensayo MTT y el gráfico de barras de viabilidad se muestra en la Fig. 8. En consecuencia, las células L929 se cultivaron en PCL y se modificaron las muestras para investigar la citocompatibilidad y la citotoxicidad. Los resultados obtenidos indicaron que la proliferación de las células en la nanofibra PCL fue menor que el grupo de control (placa de cultivo celular) en cada punto de tiempo (1, 3 y 5 días). Cabe señalar que la viabilidad del grupo de control se consideró del 100% y los grupos de tratamiento se compararon con ella. Por otro lado, los tratamientos superficiales indujeron efectos proliferativos e hicieron que las nanofibras de PCL fueran más favorables para la proliferación celular. En comparación con PCL, las muestras S5, S9, S14 y S18 mostraron una viabilidad celular significativamente mayor en todos los tiempos de cultivo (p < 0,05). No hubo diferencias significativas entre las muestras S5, S9, S14 y S18 en cada punto de tiempo. Estos resultados implican que la hidrólisis y la aminolisis moderadas (muestras S5 y S14, respectivamente) son suficientes para mejorar la viabilidad celular y la proliferación en el andamio nanofibroso de PCL. El aumento de la concentración de las soluciones de tratamiento y la duración del tratamiento no condujo a un aumento de la proliferación celular.

(A) micrografías SEM de los fibroblastos L929 cultivados en muestras nanofibrosas basadas en PCL; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18. (B) Porcentaje de viabilidad celular (proliferación relativa) de las células L929 cultivadas en PCL prístino, muestras hidrolizadas (S1, S5, S9) y muestras aminolizadas (S10, S14, S18) después de 1, 3 y 5 días. *Indica una diferencia estadísticamente significativa en comparación con la muestra PCL (p < 0,05).

La proliferación celular significativa en las muestras modificadas podría deberse a los grupos amino y que contienen oxígeno en la superficie de las nanofibras a través del proceso de modificación61. La presencia de grupos funcionales en las nanofibras de PCL no solo mejoró la hidrofilia, sino que también proporcionó sitios activos para la adsorción de biomoléculas, la unión celular y, posteriormente, mejoró la proliferación celular. El patrón de proliferación celular observado está de acuerdo con estudios previos. Zhu et al. informaron que la aminolisis de las nanofibras de PCL promovió la inmovilización de biomacromoléculas y la proliferación celular34. En otro estudio, Mattanavee et al. confirmó la eficacia del grupo amino introducido en la inmovilización de biomoléculas en la superficie del andamio PCL62.

Se utilizó microscopía electrónica de barrido (SEM, TESCAN-Vega3, República Checa) para evaluar la morfología de las células de fibroblastos adherentes en las nanofibras de PCL. Como regla general, existe una estrecha correlación entre la hidrofilia y la forma de las células adherentes63. Además de la humectabilidad de la superficie, el tipo de células juega un papel crucial en la respuesta a los andamios. Los fibroblastos L929 tienen tendencia a extenderse sobre una superficie rugosa en lugar de una lisa64. Sin embargo, el diámetro uniforme de la nanofibra de PCL aboga por un andamiaje adecuado para la proliferación de células, pero la superficie hidrofóbica de PCL no es favorable para la unión y propagación celular65. Por lo tanto, el tratamiento químico es una forma eficiente de preparar una superficie altamente deseable para la interacción celular mediante la inducción de grupos funcionales superficiales ideales (-OH, -COOH, -NH2). Como se muestra en la Fig. 8A, las células de fibroblastos muestran una forma esférica en el PCL, que puede deberse a la naturaleza hidrófoba del PCL. Por el contrario, la morfología de las células en las nanofibras de PCL modificadas en la superficie tenía forma de huso, lo que indica que las células exhibían su morfología nativa en las nanofibras modificadas. Además, en tratamientos de hidrólisis y aminólisis con incremento de tiempo y concentración, las células fibroblásticas se expanden ampliamente en cuanto a la presencia de más grupos funcionales. Estas observaciones indican que ambos tratamientos superficiales favorecieron la superficie de las nanofibras para la unión y adaptación celular, lo que concuerda con los resultados de SEM, WCA y EDAX.

El ensayo Live/dead es un método de análisis para observar células viables y muertas y su morfología parcial basado en la técnica de tinción fluorescente. Las Figuras 9, 10 y 11 exhiben células vivas en PCL y nanofibras modificadas en diferentes momentos (1, 3 y 5 días). Sobre la base de observaciones visuales y cualitativas, la densidad de células vivas en el PCL fue innegablemente menor que las muestras modificadas después de 5 días debido a la hidrofobicidad del PCL. Además, aumentar el número de células en las muestras modificadas se refiere a la existencia de un gran número de grupos funcionales en las mismas33,40. Además, las células cultivadas en las nanofibras de PCL tratadas exhibieron una morfología extendida y en forma de huso correspondiente a las imágenes SEM. En general, los efectos beneficiosos de los tratamientos químicos superan su efecto perjudicial.

Imágenes de fluorescencia de las células de fibroblastos L929 cultivadas en las muestras en el día 1 posterior al cultivo; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18.

Imágenes de fluorescencia de las células de fibroblastos L929 cultivadas en las muestras en el día 3 posterior al cultivo; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18.

Imágenes de fluorescencia de las células de fibroblastos L929 cultivadas en las muestras el día 5 después del cultivo; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18.

En el estudio actual, se realizó la modificación de la superficie de las nanofibras de PCL mediante procedimientos de tratamiento de hidrólisis y aminólisis para desarrollar una mejor plataforma para las aplicaciones de ingeniería de tejidos. Para obtener una visión más amplia de la influencia de los tratamientos químicos, se caracterizaron y compararon meticulosamente la muestra de PCL prístina y las muestras de superficie modificada. Según los resultados de la caracterización, tanto la aminólisis como la hidrólisis alteran principalmente las propiedades superficiales de las nanofibras de PCL sin efectos negativos en sus propiedades a granel. Más precisamente, en los casos severos, los tratamientos químicos dieron como resultado cambios morfológicos menores y una disminución moderada en el rendimiento mecánico. Sin embargo, se distinguió un aumento tangible en la hidrofilicidad de las esteras de nanofibras de PCL en la mayoría de las muestras. Claramente, una mayor concentración de solución de hidrólisis y un tiempo de incubación más prolongado conducen a una mejor mejora de la hidrofilicidad a precio de un debilitamiento relativo del volumen. Sin embargo, esta tendencia fue menos sensible para las muestras aminolizadas. No obstante, las características microestructurales y el rendimiento mecánico de las muestras seleccionadas fueron aceptables para algunas aplicaciones de ingeniería de tejidos.

Los resultados obtenidos de los estudios in vitro indicaron que las modificaciones superficiales de las nanofibras de PCL no solo inducen ningún efecto citotóxico, sino que también proporcionan una superficie ideal para la unión, propagación y proliferación celular. Las células L929 cultivadas exhibieron principalmente su morfología fibroblástica nativa en las muestras tratadas que tenían múltiples sitios de interacción con las nanofibras de PCL hidrolizadas y aminolizadas. De acuerdo con estos hallazgos, las membranas nanofibrosas de PCL hidrolizadas y aminolizadas, en condiciones particulares, podrían servir como candidatos potenciales para andamios de ingeniería de tejidos.

PCL (Mw = 80 000 g mol−1), NaOH y NaCl se adquirieron de Sigma-Aldrich (St. Louis MO, EE. UU.). El cloroformo, N, N-dimetilformamida (DMF), sulfóxido de dimetilo (DMSO) e isopropanol se adquirieron de Merck (Darmstadt, Alemania). El polvo de MTT se adquirió de Sigma Aldrich (Darmstadt, Alemania). El medio de cultivo celular DMEM/F-12, el suero fetal bovino (FBS), la penicilina-estreptomicina (Pen-Strep) y la tripsina-EDTA se obtuvieron de Gibco (Thermo Fisher Scientific, Dreieich, Alemania).

Las nanofibras de PCL se fabricaron utilizando un aparato de electrohilado comercial (Fanavaran Nano Meghyas Ltd., Co., Teherán, Irán). Se disolvió una cantidad adecuada de PCL en una mezcla de disolventes de DMF/cloroformo (50/50) para obtener la concentración final del 14 % en peso. La solución polimérica se agitó en un agitador magnético durante 16 h para obtener una solución transparente y homogénea. La solución obtenida se cargó en una jeringa de 5 ml equipada con una aguja roma de calibre 20. La velocidad de alimentación, el voltaje aplicado y la distancia entre la boquilla y el colector se establecieron en 1,5 ml/h, 10 kV y 140 mm, respectivamente, para recolectar la estera de nanofibras en el colector cubierto con papel de aluminio. Las esteras de PCL electrohiladas obtenidas se prepararon para procedimientos de tratamiento de modificación de superficie y caracterizaciones adicionales, como se muestra brevemente en la Fig. 12.

Una descripción general del proceso de fabricación, los procedimientos de tratamiento químico, las caracterizaciones y los estudios in vitro.

Se realizaron procedimientos de hidrólisis y aminolisis para introducir grupos amino y que contienen oxígeno en la superficie de las nanofibras de PCL electrohiladas. La hidrólisis se realizó utilizando solución de NaOH en concentraciones de 0,5, 1 y 2 M y tres puntos de tiempo de incubación; 1, 6 y 12 h. En cada momento de incubación, las muestras tratadas se sacaron de la solución de tratamiento, se lavaron con agua desionizada (DI) varias veces y se incubaron en agua DI durante la noche para eliminar el NaOH que no reaccionó. Luego, las muestras se secaron a temperatura ambiente durante 5 h y luego se secaron durante la noche al vacío a 30 °C.

El proceso de aminólisis se llevó a cabo usando las soluciones de hexametilendiamina (HMD)/isopropanol (IPA) que se prepararon en las concentraciones de 0.5, 1 y 2 M. Las muestras nanofibrosas se sumergieron e incubaron dentro de la solución de aminólisis durante 1, 12 y 24 h a 37 °C. Después de alcanzar el punto de tiempo de incubación, las muestras se retiraron de la solución de tratamiento, se lavaron con agua DI varias veces y se incubaron en agua DI durante la noche para eliminar el HMD remanente de la superficie. Posteriormente, las muestras se secaron a temperatura ambiente durante 5 h y se colocaron en un secador de vacío a 30 °C durante la noche. La Tabla 2 representa una descripción detallada de la preparación de las muestras.

Las propiedades estructurales de las esteras de nanofibras y la morfología de las nanofibras se evaluaron utilizando un microscopio electrónico de barrido de emisión de campo QUANTA FEG 450 (FEI, EE. UU.). Para la preparación de las muestras, las mallas se punzonaron, se recubrieron con una capa delgada (8 nm) de oro (DST3, Irán) y se micrografiaron a un voltaje de aceleración de 20 kV. El diámetro de las nanofibras de PCL se midió con el software Image J (1,47v, Instituto Nacional de Salud, EE. UU.) y se informó con un promedio de al menos 100 nanofibras individuales para cada muestra.

Los análisis elementales de las muestras basadas en PCL se realizaron mediante espectroscopia de rayos X de dispersión de energía (EDS). Para ello, se utilizó un espectroscopio de rayos X dispersivo de energía Octane Elite (Gatan Inc., EE. UU.) que se ha acoplado con el dispositivo FESEM. Los porcentajes relativos de Carbono (C), Oxígeno (O) y Nitrógeno (N) se analizaron en todas las muestras y se informaron en la Tabla 1.

La humectabilidad de las muestras basadas en PCL preparadas se investigó utilizando un dispositivo de medición del ángulo de contacto estático (IRASOL/CA-500A, Irán) a temperatura ambiente. El proceso de absorción de la gota de agua fue registrado por una cámara de encuadre que fue capaz de capturar eventos de alta velocidad. Posteriormente, se analizaron las medidas del ángulo de contacto entre las gotas de agua y la superficie de las muestras a partir de las imágenes adquiridas (en el segundo 5) utilizando el software correspondiente.

Las alteraciones potenciales en los grupos funcionales de la superficie de las muestras se investigaron utilizando un espectrómetro infrarrojo de transformada de Fourier de reflectancia total atenuada (ATR-FTIR) (Tensor II/Bruker, Alemania). Los análisis se realizaron utilizando el modo de transmitancia en el rango de número de onda de 4000–400 cm−1 y con una resolución espectral de 2 cm−1. Para cada muestra, los datos registrados se adquirieron de los 32 escaneos.

El análisis termogravimétrico (TGA) de las muestras se realizó con un analizador termogravimétrico Q600 (TA Instruments, EE. UU.). Se pesaron aproximadamente 10 mg de las muestras y se colocaron en una bandeja de aluminio para calentarlas de 24 a 600 °C con una velocidad de calentamiento de 10 °C min−1 en atmósfera inerte (gas argón). Se usó el software Origin pro 9.1 (Originlab Corporation, Northampton, MA, EE. UU.) para trazar los termogramas derivados de las muestras.

La cristalinidad de las muestras basadas en PCL se evaluó mediante la técnica de difracción de rayos X (XRD). Esta caracterización se realizó con un instrumento Xpert (Philips, Países Bajos). Se aplicaron radiaciones monocromáticas de CuKα (λ = 1,54056 Å), generadas en el voltaje y la corriente de 40 kV y 40 mA respectivamente, para recopilar los difractrogramas en un tamaño de paso de 0,08° s−1 y un rango de 2θ de 10°–80°.

El comportamiento mecánico de las muestras de PCL electrohiladas se evaluó utilizando un dispositivo de prueba de tracción uniaxial (Santam, Karaj, Irán). Antes de la prueba, las esteras de nanofibrosas se cortaron en tiras de forma rectangular de 40 mm × 10 mm, y sus espesores se midieron con precisión mediante un micrómetro. Las muestras preparadas se colocaron y fijaron entre los lados interiores de las mordazas, se cubrieron con los portamuestras y se dibujaron a una velocidad de cruceta de 5 mm/min hasta la falla mecánica. La prueba se realizó 5 veces para cada muestra y los datos se informaron como media ± DE.

La viabilidad y la proliferación de células cultivadas en la superficie de muestras basadas en PCL se investigaron utilizando las evaluaciones del ensayo MTT (n = 5). Las esteras de nanofibrosas se cortaron en piezas esféricas (6 mm de diámetro), se colocaron en el fondo de una placa de 96 pocillos, se esterilizaron con luz ultravioleta (durante 30 min), se lavaron con PBS que contenía antibióticos (pH: 7,4) y se enriquecieron con DMEM. medio de cultivo celular /F12. El número de células L929 cultivadas en las muestras basadas en PCL fue de 2,5 × 104, 1,5 × 104 y 0,5 × 104 para puntos de tiempo de 24, 72 y 120 h, respectivamente. Al llegar a cada punto de tiempo, se realizaron múltiples pasos de lavado con PBS y, posteriormente, el medio de cultivo sobrenadante se reemplazó por la solución de MTT (100 µl, 0,25 mg ml−1). La solución de MTT se incubó sobre las muestras durante 4 ha 37 °C y una atmósfera de 5,0 % de CO2. Posteriormente, la solución de MTT se eliminó y se reemplazó por 100 µl de DMSO. La placa se envolvió en papel de aluminio mientras se colocaba en una máquina de agitación durante 20 min para disolver los cristales de formazán. Posteriormente, se utilizó un espectrofotómetro de microplacas (Epoch, EE. UU.) para analizar la intensidad de la absorbancia a 570 nm.

La unión, la propagación y la morfología de las células L929 cultivadas en las muestras basadas en PCL se estudiaron mediante ensayos de adhesión de células vivas/muertas y SEM. Antes del ensayo Live/Dead, se cortaron cinco especímenes de cada muestra seleccionada en piezas cuadradas (1 × 1 cm) y se prepararon para el estudio. Más precisamente, las muestras se esterilizaron con luz ultravioleta (30 min), se colocaron por separado en el fondo de los pocillos de las placas y se lavaron varias veces con PBS que contenía antibióticos (pH: 7,4), así como con medio de cultivo celular. La prueba se realizó en tres puntos de tiempo 24, 72 y 120 h. Después de alcanzar un punto de tiempo, el medio de cultivo celular sobrenadante se reemplazó por el medio de tinción recién preparado, compuesto por yoduro de propidio (PI) y diacetato de fluoresceína (FDA), y se incubó durante 10 min. Posteriormente, las muestras teñidas se lavaron suavemente tres veces con PBS (pH: 7,4) y se observaron la unión, la propagación y la morfología de las células utilizando un microscopio de fluorescencia invertido IX71 (Olympus, Japón). Las células teñidas de verde y rojo en las micrografías eran indicativas de las células vivas y muertas, respectivamente.

La morfología de propagación, las interacciones entre células y nanofibras y la infiltración potencial de las células L929 se estudiaron mediante el ensayo de adhesión celular SEM. Para esta prueba, las muestras seleccionadas se prepararon de acuerdo con el método explicado para el ensayo Live/Dead. Sin embargo, este estudio se realizó simplemente en el momento que parecía ser óptimo (72 h). Al llegar al punto de tiempo, se eliminó el medio de cultivo sobrenadante y las muestras se lavaron suavemente con PBS (pH: 7,4) dos veces. Posteriormente, las muestras se incubaron con la solución de fijación (Glutaraldehído al 2,5% en PBS) a 37 °C durante 2 h. Luego se eliminó el fijador y las muestras se lavaron con PBS (pH: 7,4) tres veces para eliminar cualquier residuo remanente de glutaraldehído. Posteriormente, las muestras se deshidrataron en un gradiente de soluciones de etanol (30, 50, 70, 90 y 100%). Las muestras preparadas se recubrieron con una fina capa de oro (8 nm) y se estudiaron mediante microscopía de emisión de campo con un voltaje de aceleración de 20 kV.

Se administraron el análisis de varianza factorial simple (ANOVA) y las pruebas de comparación múltiple de Tukey del programa SPSS, v.23 (IBM, Armonk, NY, EE. UU.) para evaluar la significación estadística de los datos. Los resultados se informaron como media ± desviación estándar, y P < 0,05 se consideró estadísticamente significativo.

Los datos que respaldan los hallazgos de este estudio están disponibles del autor correspondiente, el Dr. Esmaeil Mirzaei, previa solicitud razonable.

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Este trabajo fue financiado por la Universidad de Ciencias Médicas de Shiraz (Subvención n.º 20388).

Departamento de Nanotecnología Médica, Escuela de Ciencias y Tecnologías Médicas Avanzadas, Universidad de Ciencias Médicas de Shiraz, Shiraz, Irán

Raziye Yaseri, Milad Fadaie y Esmaeil Mirzaei

Centro de Investigación de Nanomedicina y Nanobiología, Universidad de Ciencias Médicas de Shiraz, Shiraz, Irán

Esmaeil Mirzaei

Departamento de Ingeniería de Tejidos, Escuela de Tecnologías Avanzadas en Medicina, Universidad de Ciencias Médicas de Hamadan, Hamadan, Irán

hadi samadian

Centro de Investigación de Biotecnología, Universidad de Ciencias Médicas de Shiraz, Shiraz, Irán

Alireza Ebrahiminezhad

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RY hizo todos los experimentos, preparó los resultados y escribió el manuscrito. MF contribuido a hacer algunos experimentos, preparó y analizó los resultados y contribuyó a escribir el manuscrito. El Dr. EM posee la idea principal del trabajo, diseñó el estudio y revisó el manuscrito. El Dr. A. E analizó los resultados y revisó los datos. El Dr. H. S contribuyó a escribir el manuscrito y el análisis de datos. Todos los autores revisaron el manuscrito.

Correspondencia a Esmaeil Mirzaei o Alireza Ebrahiminezhad.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Yaseri, R., Fadaie, M., Mirzaei, E. et al. Modificación superficial de nanofibras de policaprolactona a través de hidrólisis y aminolisis: un estudio comparativo sobre características estructurales, propiedades mecánicas y rendimiento celular. Informe científico 13, 9434 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-36563-w

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Recibido: 12 febrero 2023

Aceptado: 06 junio 2023

Publicado: 09 junio 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-36563-w

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